Здесь можно найти образцы любых учебных материалов, т.е. получить помощь в написании уникальных курсовых работ, дипломов, лабораторных работ, контрольных работ и рефератов. Так же вы мажете самостоятельно повысить уникальность своей работы для прохождения проверки на плагиат всего за несколько минут.

ЛИЧНЫЙ КАБИНЕТ 

 

Здравствуйте гость!

 

Логин:

Пароль:

 

Запомнить

 

 

Забыли пароль? Регистрация

Повышение уникальности

Предлагаем нашим посетителям воспользоваться бесплатным программным обеспечением «StudentHelp», которое позволит вам всего за несколько минут, выполнить повышение уникальности любого файла в формате MS Word. После такого повышения уникальности, ваша работа легко пройдете проверку в системах антиплагиат вуз, antiplagiat.ru, etxt.ru или advego.ru. Программа «StudentHelp» работает по уникальной технологии и при повышении уникальности не вставляет в текст скрытых символов, и даже если препод скопирует текст в блокнот – не увидит ни каких отличий от текста в Word файле.

Результат поиска


Наименование:


курсовая работа Анаэробные азотфиксирующие бактерии рода Clostridium

Информация:

Тип работы: курсовая работа. Добавлен: 02.11.2012. Сдан: 2011. Страниц: 7. Уникальность по antiplagiat.ru: < 30%

Описание (план):


     Аннотация……………………………………………………………………..3
      Теоретическая часть
     Введение………………………………………………………………………4
        Общая характеристика бактерий рода Clostridium………………5
        Фиксация атмосферного азота бактериями рода Clostridium и факторы, обуславливающие её уровень………………………….
        Эффективность азотфиксации Clostridium в различных почвах..9
        Влияние внешних факторов на активность анаэробных азотфиксаторов в почвах…………………………………………………...14
         II..…Практическая часть.
    Объекты и методы исследования……………………………………..…15
    2.1 Объекты…………………………………………………………………..15
          2.2 Методы биологического исследования почвы (подготовка почвы к                    анализу и проведение посева)………………………………………………..……16
         2.2.1. Питательные среды………………………………...………………17
              2.2.2 Приготовление почвенной суспензии……………………………..18
         2.2.3.Определение влажности почвы……………………………...…….18
             2.2.4. получение результатов, вычисления…………………...………….19
    Результаты опыта……………………………………………...…………22
III. Выводы………………………………………………………………………….23
Список используемой литературы………………………………………………..24 
 
 
 
 
 
 

     Аннотация
     В теоретической части работы рассмотрены  особенности фиксации азота анаэробными  почвенными бактериями рода Clostridium в различных почвах, а так же факторы, влияющие на азотфиксацию.
     В практической части представлены результаты опыта по учету численности микроорганизмов в различных образцах дерново-подзолистых почв. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

        Теоретическая часть
     Введение
     Среди процессов, от которых зависит биологическая  продуктивность является фиксация микроорганизмами азота. Проблема биологической азотфиксации относится к числу основных проблем  сельскохозяйственной и биологической  науки. Перед учеными стоит задача изыскать возможности управления процессом  азотфиксации и на этой основе увеличить  урожайность сельскохозяйственных культур.
     Азот  является абсолютно необходимым  элементом для всех живых организмов. Основным резервуаром азота служит земная атмосфера. Эукариотические  организмы не способны усваивать  азот непосредственно из атмосферы. Такой способностью обладает ограниченное количество видов прокариот, которых  называют азотфиксаторами, а процесс  связывания азота атмосферы (восстановление до ) этими организмами - биологической азотфиксацией.
     Биологическая азотфиксация представляет собой глобальный процесс, обеспечивающий существование  жизни на Земле. Общая мировая  биологическая фиксация азота составляет 17,2· т/год, что в четыре раза превышает связывание N2 в форме NH3 на предприятиях химической промышленности. 
 
 
 
 
 
 
 
 

        Общая характеристика бактерий рода Clostridium
     Первый  анаэробный микроорганизм, усваивающий  молекулярный азот, был выделен и  описан С. Н. Виноградским в 1893 г. Он оказался спорообразующей бактерией, которой было дано наименование Clostridium pasteurianum (родовое название происходит от латинского слова clostrum — веретено; видовое — pasteurianum — дано в честь Луи Пастера). (http://dic.academic.ru/dic.nsf/enc_biology/Клостридиум)  
     Клетки  CI. pasteurianum крупные, их длина 2,5—7,5 мкм, ширина 0,7—1,3 мкм. Располагаются они поодиночке, парами или образуют короткие цепочки. Молодые клетки подвижны, имеют перитрихиально расположенные жгутики, плазма их гомогенна. При старении клетки плазма становится гранулированной, в ней накапливается гранулеза (вещество тина крахмала). В центре клетки или ближе к ее концу формируется спора, которая в поперечнике значительно шире, чем вегетативная клетка, и поэтому клетка в этот период приобретает форму веретена. В присутствии кислорода воздуха Cl. pasteurianum может развиваться только при наличии в среде аэробных бактерий, поглощающих кислород; организм малочувствителен к реакции среды и встречается как в кислых, так и в щелочных почвах. (Емцев, Мишустин, 2005) 

      1.3Фиксация атмосферного азота бактериями рода Clostridium и факторы, обуславливающие её уровень
     Источником  азотного питания для бактерий рода Clostridium могут служить соли аммония, азотной кислоты и многие содержащие азот органические соединения. При отсутствии указанных соединений бактерии усваивают молекулярный азот. (Емцев, Мишустин, 2005)
     В литературе обычно способность фиксации атмосферного азота отмечают только у Clostridium pasteurianum, хотя эта способность не является свойством лишь этого вида и, возможно, присуща ещё другим видам этого рода, в котором насчитывают сейчас 93 вида.
       Источником углерода для Cl. pasteurianum может быть широкий набор углеродосодержащих соединений – моносахариды, дисахариды, некоторые полисахариды (декстрин, крахмал) и органические кислоты. Развиваясь  на питательных средах, содержащих углеводы, Cl. pasteurianum разлагает их с образованием масляной и уксусной кислот, диоксида углерода и водорода. Освобождающаяся при сбраживании углеводов энергия частично идет на усвоение молекулярного азота атмосферы. (Емцев, 1974)
     Cl. pasteurianum обычно считался слабоактивным фиксатором азота. Пределом его активности было связывание 1-3 мг азота на 1 г сброженного сахара. Однако, используя питательные среду, наиболее отвечающие физическим потребностям Cl. pasteurianum, его активность удалось повысить до 10-12 мг азота на 1 г  сброженного сахара, в некоторых случаях и более. Эффективность фиксации азота анаэробными бактериями рода Clostridium (Cl. pasteurianum, Cl. butyricum) в чистой культуре весьма непостоянна, что обуславливается, по-видимому, разнообразием внешних факторов, способных влиять на течение этого процесса. Так, на величину фиксации азота атмосферы Clostridium влияет источник углерода. В.Л Омелянский (1923) наблюдал, например, что Cl. pasteurianum, экономичнее всего используют декстрозу. (Мишустин, Емцев, 1976)
     Концентрация  углевода также оказывает влияние  на фиксацию азота Clostridium: чем выше концентрация сахара, тем ниже полезный эффект связывания азота на грамм сброженного энергетического материала (Winogradski, 1902; Ternetz, 1904; Bredemann, 1909; Pringsheim, 1909; Омелянский, 1923; Krishna, 1928a, b; Jensen, Spencer, 1947; и др.). Так, в одном из опытов Принсгейма в 0,5%-ном растворе декстрозы на каждый разложенный грамм Cl. americanum фиксировал 3,2 мг азота, в 2%-ном растворе – 2 мг и в 4%-ном  - 1,2 мг. В.Л. Омелянский (1953) также показал, что в среде, содержащей 0,5% сахара на каждый использованный грамм углевода, Cl. pasteurianum фиксировал 4,56 мг азота, в среде с 1%-м содержанием сахара – 3,14 мг, а при 3% углевода – только 1.93 мг азота. (Емцев, 1974)
     В опытах Бредемана (Bredemann, 1909) и других исследователей нередко наблюдалось, что чем ниже процент сброженного сахара, тем выше относительное количество фиксированного азота. По-видимому, причиной этого в концентрированных средах является быстрое падение pH среды, низкие показатели которого отрицательно влияют на жизнедеятельность Clostridium.
     Уровень фиксации азота Clostridium определяется также наличием в среде связанного азота. Как известно, усвоение молекулярного азота происходит в среде, лишенной связанного азота и бедной им. В то же время, как сообщают одни авторы (Winogradski, 1895, 1902; Mc Coy et al., 1928; Willis, 1934), фиксация азота прекращается, если в среде отношение исходного количества связанного азота (аммиачного) к сахару равно 6:1000. Другие исследователи (Омелянский, 1913; Федоров, 1952) указывают на отношение 16:100, третьи (Truffaut, Bezssonoff, 1921) – 62:1000. Возможно, что эти расхождения в действии связанного азота на азотфиксацию Clostridium являются результатом использования в опытах различных сред и разных штаммов анаэробов. (Мишустин, Емцев, 1987)
     В настоящее время все больше исследователей согласны с тем, что для развития азотфиксаторов необходимо некоторое  количество связанного азота для  выработки организмами азотфиксирующих  ферментов (Hino, Wilson, 1958; Proctor, Wilson, 1958, 1959; Федоров, Калинская, 1959ж Львов, 1964; Сахипов, 1969; и др.). (Емцев, 1974)
     Наличие в среде минеральных веществ  также заметно отражается на активности фиксации азота атмосферы Clostridium. Так, добавление мела (CaCO3) к среде Виноградского положительно влияет на величину азотфиксации (Winogradski, 1895, 1902; Willis, 1934; и др.). Применение углекислого магния отрицательно сказывается на активности фиксации азота. Внесение поваренной соли (NaCl) в одних случаях понижает активность связывания азота атмосферы, в других, наоборот, повышает ее. Это, по-видимому, объясняется особенностями испытуемых штаммов Cl. pasteurianum, определяемыми экологическими условиями их существования. (Емцев, 1976)
     Особый  интерес представляют исследования, посвященные изучению влияния микроэлементов (молибдена, ванадия и др.) на фиксацию азота атмосферы Clostridium. Молибден и ванадий оказывают действие на общий метаболизм Clostridium, их влияние состоит главным образом в ускорении процесса азотфиксации, как у азотобактера.
     Показана  также потребность Clostridium в солях железа при развитии этих организмов на средах, не содержащих связанных форм азота (Федоров, 1952; Carnahan, Castle, 1958; Pulay et al., 1959; Диневич, 1961). (Емцев, 1974)
     Интересно отметить, что бактерии рода Clostridium, находясь в ассоциациях с другими микроорганизмами, всегда обнаруживали более высокую фиксацию, чем в чистых культурах ( Pringsheim, 1910; Delim, 1931; Jensen, 1941; Омелянский, 1953; Емцев, 1960; и др.) Исследования симбиотических взаимоотношений Cl. pasteurianum с естественным спутником Bac. closteroides показали, что эта ассоциация обладает более высокой азотфиксирующей активностью.
     Также отмечено, что на азотфиксацию Clostridium  влияет значение pH среды – кислотность не оказывает существенного влияния на фиксацию азота, но при увеличении щелочности среды наблюдается понижение интенсивности азотфиксации примерно на 2%. (Мишустин, Емцев, 1976)
     Что касается влияния окислительно-восстановительного потенциала на эффективность анаэробной фиксации азота, то, согласно исследованиям  М.В. Федорова (1952), добавление гидрохинона, несколько понижающего окислительный потенциал среды, по крайней мере в первые периоды развития Cl. pasteurianum, не оказало заметного влияния на эффективность усвоения им атмосферного азота. Хинон же, в некоторой степени повышающий окислительный потенциал, в первые периоды культивирования вызвал явное увеличение продуктивности азотфиксации.
     Аналогичные результаты были получены автором и  в опыте с аскорбиновой кислотой. Эффективность фиксации азота Cl. pasteurianum в среде с аскорбиновой кислотой возросла на 10-20%. В опыте с фумаровой кислотой, имеющей окислительный потенциал около +15 мв, положительного эффекта не было. (Емцев, 1976)
     Количественные  данные об эффективности фиксации азота  бактериями рода Clostridium, полученные в последние годы, значительно выше, чем известные раньше. Причину низкой фиксации азота Clostridium следует искать в применявшихся методах культивирования бактерий рода Clostridium, в первую очередь в использовании элективной безазотистой среды.
     Действительно, безазотистая среда Вмноградского  не содержит питательных веществ (витаминов, вминокислот, ростовых веществ и т.д.), необходимых для нормального развитоия микробов. Отсутствием этих соединений объясняется слабая фиксация атмосферного азота бактериями рода Clostridium. Когда упоминавшиеся выше исследователи (Jensen, Spencer, 1947; Rosenblum, Wilson, 1950; Parker, 1954) заменили безазотистую среду оптимальной (с внесением витаминов, аминокислот и т.д.), уровень фиксации азота атмосферы Cl. pasteurianum значительно повысился. (Мишустин, Емцев, 1976) 

      4. Эффективность азотфиксации Clostridium в различных почвах.
     Результаты  исследований показали, что почвенно-климатические  условия влияют не только на распространение  бактерий рода Clostridium, но также на определенные физиологические признаки данных микроорганизмов. (Мишустин, Емцев, 1976)
     В литературе имеются указания на различный  уровень азотфиксации Cl. pasteurianum в зависимости от типа почвы, из которой выделена культура. Так, по данным В.Л. Омелянского (1923), штаммы Cl. pasteurianum , выделенные из оподзоленного суглинка, фиксировали 2,38 мг, из черноземной почвы - 1,89 мг, из краснозема – 1,53 мг азота на 1 г сброженного сахара. На различие в азотфиксирующей активности Clostridium, изолированных из различных почвенных типов, указывают также А.В. Рыбалкина (1952, 1957), В.Липшиц (цит. по Френкель, 1956). (Емцев, 1976)
     Азотфксирующую  активность культур Clostridium изучали на забуференой среде Виноградского со стартовой дозой азота 4 мг/л. В качестве стратовой дозы азота использовали пептон определенной марки. Среда содержала минеральную основу (МО) – 1000 мл, глюкозу – 1%, CaCO3 – 0,5%, пептон – 0,026 г/л, микроэлементы по Федорову – 1 мл/л. В качестве rH2- индикатора добавляли нейтральрот в концентрации 0,004%. Установили pH среды для Cl. pasteurianum – 5,8; Cl. acetobytylicum – 5,8; Cl. butyricum – 7,4 и Cl. butylicum – 5,7. Опыты ставили в колбах Эрленмейера на 100 мл, Куда наливали по 50 мл питательной среды. Среду инокулировали 1-3 мл бактериальной взвеси. Cl. pasteurianum инкубировали при 27о, Cl. acetobytylicum – при 37о, Cl. butyricum – при 30о, и Cl. butylicum – при 35о. Азот определяли по микрометоду Кьельдаля. (Емцев, 1974)
     Это метод количественного определения азота в органических веществах, принцип которого заключается в том, что:  1. Весь азот органического вещества при помощи нагревания с крепкой серной кислотой и катализатором переводится в сернокислый аммоний, причем само органическое вещество разрушается совершенно (т. н. окисление, сжигание вещества); при этом углерод переходит в С02, водород — в воду, азот же восстанавливается в аммиак.  2. Из полученного раствора после подщелачивания отгоняется аммиак, который поглощается отмеренным, заведомо избыточным объемом титрованной кислоты (перегонка аммиака). 3. Оставшаяся не связанной с аммиаком кислота оттитровывается обратно щелочью и путем вычитания узнается количество связанной с аммиаком титрованной кислоты, следовательно, количество аммиака или азота. (http://bigmeden.ru/article/Кьельдаля_Способ)
     Опыты проводили в пятикратной повторности. В двух повторностях определяли сахар по методу Бертрана. (Емцев, 1974)
     Чтобы решить вопрос о том, на какие сутки  следует определять азотфиксирующую активность Clostridium, был поставлен рекогносцировочный опыт с коллекционным штаммом Cl. pasteurianum 0146. Азотфиксацию определяли, начиная с 36 час. И кончая 480 час. Через двое суток азотфиксация достигала 1 мг азота на 100 мл среды, а через 10 суток она дала максимальный показатель. Исходя из этих данных, в дальнейшей работе азотфиксация определялась через 10-12 суток. (Емцев, 1974)
     Азотфиксирующая способность Cl. pasteurianum и Cl. acetobytylicum, выделенных из разных типов почв Грузии, показана ниже в таблице 1. Наибольшей азотфиксирующей активностью обладали штаммы Cl. pasteurianum из горно-луговой почвы. Интенсивность азотфиксации у штаммов Cl. pasteurianum, выделенных из горного чернозема, лесного бурозема и лесной коричневой почвы, постепенно падала по мере перехода от высокогорных почв к почвам подножия гор. (Емцев, 1974)
     Азотфиксирующая активность штаммов Cl. acetobytylicum, выделенных из различных почв, отличалась незначительно; активность штаммов Cl. butyricum уменьшалась с севера на юг (табл. 2), т.е. здесь наблюдалась та же закономерность, что и у культур Cl. pasteurianum. (Емцев, 1974)
     Существенных  различий в азотфиксирующей активности штаммов Cl. butylicum, выделенных из разных почв, не обнаружено. (Емцев, 1974) 
 

     Таблица 1. (Емцев, 1974) 

       
 
 
 

     Таблица 2. (Емцев, 1974) 

       

     Таким образом, изучение интенсивности фиксации молекулярного азота Clostridium, выделенных из различных типов почв показало, что под влиянием географических условий их активность изменяется, причем в большей степени у Cl. pasteurianum и Cl. butyricum, чем у Cl. acetobytylicum и Cl. butylicum. Штаммы ?Clostridium, выделенные из дерново-подзолистой и горно-луговой почв, как правило, обладают большей азотфиксирующей активностью, чем штаммы из каштановой почвы и серозема. (Емцев, 1974) 
 
 

          Влияние внешних факторов на активность анаэробных азотфиксаторов в  почвах.
     Аэробные  азотфиксирующие бактерии живут  в непрерывном взаимодействии с  внешней средой, в которой они  находятся, поэтому подвергаются разнообразным  влияниям. На активность и формирование сообществ азотфиксаторов влияет ряд  природных и антропогенных факторов, таких как температура почвы, ее влажность, воздушный режим почвы, кислотность, механические свойства. (Емцев, Мишустин, 2005)
     Температура почвы
     Температура почвы определяется географическим фактором и сезоном года. В одной  и той же зоне температурный режим  зависит от ее способности поглощать  тепловые лучи, теплоизлучения, от характера  растительности и т.д. (Емцев, 1974)
     Влажность.
     Установлено, что процессы аммонификации и  нитрификации лучше всего протекают  при влажности почвы, равной 60%ПВ. Оптимум фиксации азота несколько  сдвинут в сторону более высокой  влажности. При относительной влажности  окружающей среды ниже 30% жизнедеятельность  большинства азотофиксаторов прекращается. (Мишустин, Емцев, 1987)
     Аэрация почвы.
     Азотофиксирующие  микроорганизмы хорошо переносят повышенное содержание в воздухе CO2. Нередко при этом отмечается даже улучшение их роста, тем не менее при 1-1,5% и более активность некоторых групп азотофиксаторов подавляется. (Мишустин, Емцев, 1987)
     Для роста бактерии нуждаются в элементах  минерального питания, особенно в фосфоре  и кальции. Потребность азотобактера в данных элементах столь высока, что его используют как биологический  индикатор на наличие фосфора  и кальция в почве. Для энергичной азотфиксации микроорганизмам требуются  микроэлементы, из которых наиболее важен молибден, который входит в  состав ферментов, катализирующих процесс  усвоения азота. Отмеченные физиологические  особенности характеризуют экологию данного организма. Азотобактер  обитает в высокоплодородных, достаточно влажных почвах с нейтральной  или близкой к ней реакции  среды. При недостаточной влажности  большинство клеток отмирает. В черноземных, каштановых и сероземных почвах, благоприятных  для рассматриваемого организма, его  обнаруживают в значительных количествах  только весной. При летнем иссушении  почвы остаются единичные клетки. В зоне подзолистых и дерново-подзолистых  почв азотобактер можно найти  в огородных и пойменных почвах, богатых органическими соединениями, с оптимальным рН 6,8...7,2. (Емцев, 2005) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

        Практическая  часть.
    Объекты и методы исследования.
      Объекты
В качестве объектов в данной курсовой работе использовались три разновидности  дерново-подзолистых почв:  
     Тяжелая суглинистая на моренных суглинках, отобранная с опытного поля всероссийского института кормов им. Вильямса (станция  Луговая, г. Лобня Московской области)
     Тяжелая суглинистая на моренных суглинках, загрязненная тяжелыми металлами (свинец, кадмий, цинк) в дозах, в 100 раз превышающих ПДК для почвы. Почва инкубировалась при температура 25, 30о С в течение года
Дерново-подзолистая  среднесуглинистая огородная почва, Дпп Сл М Пс ; Ап 0-22/22; гумус -2,53%;
V% -7,3; НГ-2,3; N-260; K-340; P-310; рН-5,46. 

     2.2 Методы биологического исследования почвы (подготовка почвы к анализу и проведение посева)
     2.2.1. Питательные среды
     Основой данной курсовой работы является  выявление  различных физиологических групп микроорганизмов, путём посева на различные элективные питательные среды.
     Для учёта аммонифицирующих бактерий, используют МПА (мясо-пептонный агар). Он составляется так: к 1литру мясо-пептонного бульона добавляют 15-20 г агара; затем получившуюся среду нагревают до 100оС (температура плавления агара) и устанавливают слабо щелочную реакцию среды 20%-ным раствором Na2CO3 и затем разливают по пробиркам.
     Для учёта бактерий использующих минеральные  формы азота и актиномицетов мы использовали среду Ваксмана. Состав: глюкоза — 10,0; пептон — 5,0; КН2Р04— 1,0; MgS04-7H20 — 0,5; вода водопроводная — 1000 мл. Среда служит для выявления мицелиальных грибов (Руководство к практическим занятиям по микробиологии М.Н.Пименова, Н.Н. Гречушкина, Л.Г. Азова, А.И. Нетрусов и др. 2004г).
     Для выявления микроскопических грибов – среду Чапека. Состав среды Чапека (г/литр раствора):  Сахароза-30г; NaNO3-3г; KH2PO4-1г; MgSO4*7H2О-0.5г; KCl-0.5г; FeSO4*7H2O-0.01г; Агар-агар15г. Мы же использовали модифицированную среду Чапека, добавив в неё 2% молочной кислоты.
     Для определения анаэробных бактерий Clostridium использовали жидкую среду Виноградского. Эта среда содержит глюкозу, двузамещенный фосфат калия, сульфат магния, относительно малое количество поваренной соли, сульфатов железа и марганца, а также мел.
     Так же мы использовали среду Эшби для выявления Azotobacter chroococcum по обрастанию комочков почвы.  Среда состоит из К2HPO4 – 1;  MgSO4*7H2O -0,5;  NaCl –0,5;  FeSO4*7H2O – 0,1;  MnSO4*4H2O – 0,01. Подготовка почвы проводилась методом приготовления децинормальных разведений с дальнейшим поверхностным посевом на плотные среды и глубинным посевом на среду Виноградского. (Приготовление почвенных суспензий и посев ”Практикум по микробиологии” Е.З. Теппер В.К. Шильникова Г.И. Переверзева 2004г).
      2.2.2 Приготовление почвенной суспензии
       10г почвы помещают в колбу  емкостью 250 мл с 90 мл стерильной  водопроводной воды, интенсивно взбалтывают вращательным движением (не смачивая пробки) 10 мин. Затем методом разведения готовят суспензии, содержащие разное количество почвы: из предыдущего разведения стерильной пипеткой переносят 1 мл суспензии в пробирку, содержащую 9 мл воды. В первой пробирке 1 мл суспензии, приготовленной по этому методу, соответствует разведению 10-1.
      Из  полученных разведений делают посев  на жидкие и плотные питательные среды.
      Если  численность отдельных групп  микроорганизмов в почве небольшая, их выявляют методом обрастания комочков почвы.
     2.2.3.Определение влажности почвы
     W = (m1 - m0)100 / (m0 - m), где
m - масса пустого бюкса с крышкой, г; m1 - масса влажной почвы с бюксом и крышкой, г; m0 - масса высушенной почвы с бюксом и крышкой, г. Далее следуют данные по дерново-подзолистой тяжелосуглинистой почве.
m =23,7; m1= 54,2;  m0=49,4 г
W = (54,2 - 49,4)100 / (49,4 - 23,7)  = 18,9 %. 
     Это необходимо знать, вследствие влияния  влажности почвы на деятельность микроорганизмов. Ведь микроорганизмы способны жить и размножаться только в присутствии свободной воды, представленной главным образом в капельножидком виде. Именно оттуда берут питательные вещества для своей жизнедеятельности почвенные микробы. И хотя большинство микроорганизмов, способны хорошо переносить дефицит влаги, нельзя не учитывать действие влаги на микроорганизмы и реакции которые они производят.
     В почве с тяжёлыми металлами W = 32,4%, в огородной W = 20,4% 
 
 
 
 
 

2.2.4. получение результатов, вычисления
     Образец №1 
1) Общее кол-во микроорганизмов в 5 разв. = 36*105/ 0,81 = 4444444 
2) Общее кол-во микроорганизмов домин. в 5 разв. = 36*105/ 0,81 = 2592593 

     Образец №2 
1) Общее кол-во микроорганизмов в 5 разв. = 23*105/ 0,68 = 3382352 
2) Общее кол-во микроорганизмов домин. в 5 разв. = 21*105/ 0,68 =3088235 
 
Образец №3 
1) Общее кол-во микроорганизмов в 6 разв. = 69*106/ 0,8 = 86250000 
2) Общее кол-во микроорганизмов домин. в 6 разв. = 39*106/ 0,8 = 48750000

     Среда Ваксмана 
Образец №1 
1) Общее кол-во микроорганизмов в 6 разв. = 71*106/ 0,81 = 8765432 
2) Общее кол-во микроорганизмов домин. в 6 разв. = 54*106/ 0,81 = 66666667 
3) Общее кол-во актиномицетов в 6 разв. = 5*106/ 0,81 =6172835 
 
Образец №2 
1) Общее кол-во микроорганизмов в 5 разв. = 25*105/ 0,68 =3676470 
2) Общее кол-во микроорганизмов домин. в 5 разв. = 23*105/ 0,68 = 3382352 
3) Общее кол-во актиномицетов в 5 разв. = 30*105/ 0,68 =441176 
 
Образец №3 
1) Общее кол-во микроорганизмов в 5 разв. = 14*105/ 0,8 =1750000 
2) Общее кол-во микроорганизмов домин. в 5 разв. = 6*105/ 0,8 = 750000 
3) Общее кол-во актиномицетов в 5 разв. = 2*105/ 0,8 =250000
 

     Среда Чапека 
Образец №1 
1) Общее кол-во микроорганизмов в 3 разв. = 15*103/ 0,81 = 18518 
2) Общее кол-во микроорганизмов домин. в 3 разв. = 6*103/ 0,81 = 7407 
 
Образец №2 
1) Общее кол-во микроорганизмов в 5 разв. = 17*105/ 0,68 =2500000 
2) Общее кол-во микроорганизмов домин. в 5 разв. = 11*105/ 0,68 =1617647 
 
Образец №3 
1) Общее кол-во микроорганизмов в 4 разв. = 12*104/ 0,8 =150000 
2) Общее кол-во микроорганизмов домин. в 4 разв. = 5*104/ 0,8 =62500

     Метод Виноградского, жидкая среда 
Образец №1 
1) Общее кол-во микроорганизмов в 2 разв. = 2,5*102/ 0,81 = 309
 
 
 
 
 
 
 
 
 

1
и т.д.................


Перейти к полному тексту работы


Скачать работу с онлайн повышением уникальности до 90% по antiplagiat.ru, etxt.ru или advego.ru


Смотреть полный текст работы бесплатно


Смотреть похожие работы


* Примечание. Уникальность работы указана на дату публикации, текущее значение может отличаться от указанного.